1. 引物： 引物是PCR特异性反应的关键，PCR 产物的特异性取决于引物与模板DNA互补的程度。

设计引物应遵循以下原则：

（1）引物长度： 15-30 bp，常用为20 bp 左右。

（2）引物扩增跨度： 以200-500 bp 为宜，特定条件下可扩增长至10 kb 的片段。

（3）引物碱基：G+C 含量以40-60%为宜，G+C太少扩增效果不佳，G+C 过多易出现非特异条带。ATGC随机分布，避免5 个以上的嘌呤或嘧啶 核苷酸的成串排列。

（4）避免引物内部出现二级结构，避免两条引物间互补，特别是3＇端的互补，否则会形成引物二聚体，产生非特异的扩增条带。

（5）引物3＇端的碱基，特别是*末及倒数第二个碱基，应严格要求配对，以避免因末端碱基不配对而导致PCR失败。

（6）引物中有或能加上合适的酶切位点， 被扩增的靶序列有适宜的酶切位点， 这对酶切分析或分子克隆很有好处。

（7）引物的特异性：引物应与核酸序列数据库的其它序列无明显同源性。引物量： 每条引物的浓度0.1～1 umol或10～100 pmol，以引物 量产生所需要的结果为好，引物浓度偏高会引起错配和非特异性扩增，且可增加引物之间形成二聚体的机会。

2. 酶及其浓度 目前有两种Taq DNA聚合酶供应， 一种是从栖热水生杆菌中提纯的天然酶，另一种为大肠菌合成的基因工程酶。催化一典型的PCR反应约需酶量2.5U（指总反应体积为100 ul 时），浓度过高可引起非特异性扩增，浓度过低则合成产物量减少。

3. dNTP的质量与浓度 dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系，dNTP粉呈颗粒状，如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸性，使用时应配成高浓度后，以1 M NaOH或1 M Tris.HCL的缓冲液将其 PH调节到7.0～7.5，小量分装， -20℃冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中，dNTP应为50～200 umol/L，尤其是注意4种dNTP的浓度要相等( 等摩尔配制)，如其中任何一种浓度不同于其它几种时(偏高或偏低)，就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合，使游离的Mg2+浓度降低。
4. 模板（靶基因）核酸，模板核酸的量与纯化程度，是PCR成败与否的关键环节，传统的DNA纯化方法通常采用SDS和蛋白酶K 来消化处理标本。SDS的主要功能是： 溶解细胞膜上的脂类与蛋白质，因而溶解膜蛋白而破坏细胞膜，并解离细胞中的核蛋白，SDS还能与蛋白质结合而沉淀； 蛋白酶K 能水解消化蛋白质，特别是与DNA结合的组蛋白，再用有机溶剂酚与氯仿抽提掉蛋白质和其它细胞组份，用乙醇或异丙醇沉淀核酸。提取的核酸即可作为模板用于PCR反应。一般临床检测标本，可采用快速简便的方法溶解细胞，裂解病原体，消化除去染色体的蛋白质使靶基因游离，直接用于PCR扩增。RNA模板提取一般采用异硫氰酸胍或蛋白酶K 法，要防止RNase降解RNA。

5. Mg2+浓度，Mg2+对PCR扩增的特异性和产量有显著的影响，在一般的PCR反应中，各种dNTP浓度为200 umol/L 时，Mg2+浓度为1.5～2.0 mmol/L 为宜。Mg2+浓度过高，反应特异性降低，出现非特异扩增，浓度过低会降低Taq DNA聚合酶的活性，使反应产物减少。

6. 温度与时间的设置： 基于PCR原理三步骤而设置变性-退火-延伸三个温度点。在标准反应中采用三温度点法，双链DNA在90~95℃变性，再迅速冷却至40 ~60℃，引物退火并结合到靶序列上，然后快速升温至70~75℃，在Taq DNA 聚合酶的作用下，使引物链沿模板延伸。对于较短靶基因（长度为100~300 bp 时）可采用二温度点法， 除变性温度外、退火与延伸温度可合二为一，一般采用94℃变性，65℃左右退火与延伸（此温度Taq DNA酶仍有较高的催化活性）。

（1）变性温度与时间：变性温度低，解链不完全是导致PCR失败的*主要原因。一般情况下，93℃~94℃ 1 min足以使模板DNA变性，若低于93℃则需延长时间，但温度不能过高，因为高温环境对酶的活性有影响。此步若不能使靶基因模板或PCR产物完全变性，就会导致PCR失败。

（2）退火（复性）温度与时间：退火温度是影响PCR特异性的较重要因素。变性后温度快速冷却至40℃～60℃，可使引物和模板发生结合。由于模板DNA 比引物复杂得多，引物和模板之间的碰撞结合机会远远高于模板互补链之间的碰撞。退火温度与时间，取决于引物的长度、碱基组成及其浓度，还有靶基序列的长度。对于20 个核苷酸，G+C含量约50%的引物，55℃为选择*适退火温度的起点较为理想。引物的复性温度可通过以下公式帮助选择合适的温度：

Tm值（解链温度）=4（G+C）＋2（A+T）

复性温度=Tm值-（5~10℃）

在Tm值允许范围内， 选择较高的复性温度可大大减少引物和模板间的非特异性结合，提高PCR反应的特异性。复性时间一般为30~60 sec，足以使引物与模板之间完全结合。

（3）延伸温度与时间：Taq DNA聚合酶的生物学活性：

70~80℃ 150 核苷酸/S/酶分子

70℃ 60 核苷酸/S/酶分子

55℃ 24 核苷酸/S/酶分子

高于90℃时， DNA 合成几乎不能进行。

PCR反应的延伸温度一般选择在70~75℃之间，常用温度为72℃，过高的延伸温度不利于引物和模板的结合。PCR延伸反应的时间，可根据待扩增片段的长度而定，一般1 Kb 以内的DNA片段，延伸时间1 min 是足够 的。3~4 kb 的靶序列需3~4 min；扩增10 Kb 需延伸至15 min。延伸进间过长会导致非特异性扩增带的出现。对低浓度模板的扩增，延伸时间要稍长些。

7. 循环次数 循环次数决定PCR扩增程度。PCR循环次数主要取决于模板DNA的浓度。一般的循环次数选在30~40次之间，循环次数越多，非特异性产物的量亦随之增多。

8. 影响pcr特异性的因素：

通过上述内容,可以看出有许多因素可以影响pcr的特异性，在此我们作一归纳，供大家参考：
（1）退火步骤的严格性：提高退火温度可以减少不匹配的杂交，从而提高特异性。
（2）减短退火时间及延伸时间可以减少错误引发及错误延伸。
（3）引物二聚体是*常见的副产品，降低引物及酶的浓度也可以减少错误引发，尤其是引物的二聚化.
（4）改变MgCl2浓度可以改进特异性，这可能是提高反应严格性或者对taq酶的直接作用。

一般认为PCR产物应在48 h 以内完成电泳检测，有些于当日电泳检测，大于48 h 后带型就会出现不规则，甚至消失。